Состояние, деструкция и реконструкция околоклеточной углеводной оболочки люминальной сосудистой поверхности в атерогенезе

Обогащенная углеводами периферическая зона на поверхности большинства эукариотических клеток представляет собой клеточную оболочку, или гликокаликс. Олигосахаридные цепи гликокаликса ковалентно присоединены к мембранным белкам (гликопротеины) и в меньшей мере – к липидам (гликолипиды). Гликолипиды и протеогликаны могут секретироваться клетками и адсорбироваться на их поверхности. Протеогликаны состоят из большого числа гликозаминогликановых полимерных цепей, присоединенных к белковой основе/кору. Высокая концентрация углеводов на клеточной поверхности служит сетевым барьером для потока растворенных веществ [1] и защищает клетки от поражения [2]. Так, эндотелиальная поверхность капилляров миокарда крыс покрыта слоем углеводов толщиной 0,2–0,5 мкм [2]. Весовое содержание углеводов в плазматических мембранах составляет от 2 до 10%. Из множества природных моносахаридов в мембранных гликопротеинах и гликолипидах встречаются лишь девять, основные из которых глюкоза и глюкозамин, галактоза и галактозамин, манноза и фукоза, а также обычная для терминального положения в углеводной цепи сиаловая кислота.   

Околоклеточная оболочка – гликокаликс и экстрацеллюлярный матрикс на люминальной сосудистой поверхности
   Гликозаминогликановые цепи протеогликанов, участвующие в процессах гомеостаза, имеют полимерную (гиалуроновая кислота и хондроитинсульфат) и сополимерную (гепарансульфат и дерматансульфат) структуру [3] (рис. 1). Эти углеводные производные широко представлены во внеклеточном матриксе, который состоит из ламинина и фибронектина, коллагена и витронектина, протеогликанов (версикан, бигликан, декорин, перлекан, синдекан и др.). Указанные протеогликаны имеют разные посттрансляционные гликозаминогликановые компоненты [4]. Бигликан и декорин представляют собой хондроитинсульфат/дерматансульфат протеогликаны интерстициального матрикса с малогомологичной белковой основой. Версикан – внеклеточный хондроитинсульфатпротеогликан, перлекан – гепарансульфатпротеогликан базальной мембраны/внеклеточного матрикса. Синдекан – хондроитинсульфат/гепарансульфатпротеогликан [5, 6]. Их локализация разнообразна. Гликозаминогликановый состав коронарных артерий человека меняется в ходе жизнедеятельности. Отмечен рост содержания сульфатированных гликозаминогликанов, особенно хондроитинсульфата и дерматансульфата, при атерогенезе [7]. При этом состав гликозаминогликанов может влиять на стабильность атеросклеротических бляшек [8], обнаруживая накопление гиалуронана и хондроитинсульфата по центрам их эрозии.
   Изменение гликозаминогликанового состава может повышать антитромботическую защиту сосудистой стенки [9]. В ветви коронарной артерии, расположенной под внутримиокардиальным мостиком, где обычно отсутствуют тромботические отложения и атеросклеротические поражения, отмечается повышенное на 47% содержание гликозаминогликанов по сравнению с расположенными рядом пре- и постсегментами сосуда. Повышенное содержание гликозаминогликанов не приводило к утолщению артериальной стенки. Содержание дерматансульфата увеличивалось в 1,8 раза, а гепарансульфата – в 1,6 раза. Последнее следует подчеркнуть особо, как причину повышения атромбогенности сосудистой стенки при ее деформации компрессионными силами волокон миокардиального мостика во время систолического давления, как и при развитии атеросклеротических и тромботических поражений [9]. Присутствие гликозаминогликанов вносит вклад в сосудистую целостность и ремоделирование.
   Предполагается, что клетки эндотелиального монослоя кровеносных сосудов, адгезированные на нормальном экстрацеллюлярном матриксе, неподвижны. Компоненты экстрацеллюлярного матрикса, являющиеся частью базальной мембраны необычайно высокой эластичности и растяжимости, синтезируются и секретируются, в частности, эндотелием в ходе ангиогенеза и васкулогенеза. Эндотелий зрелых сосудов способен постоянно ремоделировать экстрацеллюлярный матрикс [10]. Установка артериального шунта у бабуинов при нормальном напряжении сдвига эндотелиального слоя ведет к появлению неоинтимального утолщения, богатого гиалуронаном и версиканом, а вблизи шунта – коллагеном и бигликаном [11]. Высокое напряжение сдвига способствует регрессу неоинтимы с потерей протеогликанов и деградацией версикана. Взаимодействие последнего с интегринами эндотелиальной поверхности генерирует сигналы, которые ингибируют пролиферацию и миграцию эндотелия и стимулируют адгезию клеток друг к другу и к экстрацеллюлярному матриксу. Полагают, что 15–30% частоты развития стентовых рестенозов (в течение 6 мес со времени их установки) обусловлено скорее повышенным накоплением экстрацеллюлярного матрикса, чем клеточной пролиферацией [12]. Отмечено общее присутствие версикана, бигликана, перлекана, гиалуронана. В период до 18 мес после проведения ангиопластики экстрацеллюлярный матрикс стентовой области похож на не полностью зажившую рану, отличается повышенным содержанием версикана, гиалуронана, коллагена III типа [13]. В дальнейшем (более чем через 18 мес) наблюдали накопление декорина, коллагена I типа и достоверное снижение плотности экстрацеллюлярного матрикса и стентового стеноза. Сокращение/сжатие экстрацеллюлярного матрикса предлагается как цель терапии для предупреждения стентовых рестенозов. Гликозаминогликаны гликокаликса, экстрацеллюлярного матрикса, интерстиция в приведенных выше случаях предстают компонентом инициирующего взаимодействия.   

Разрушение гликокаликса
   Достаточная чувствительность гликокаликса к изменению окружающих условий позволяет ему служить одним из ранних маркеров клеточного функционирования в патологических ситуациях. Так, после 60-минутной ишемии в гликокаликсе эндотелия в посткапиллярных венулах крысиной брыжейки наблюдается 40%-ное увеличение содержания галактозаминогликанов и 15%-ное повышение содержания глюкозаминогликанов [14]. Реперфузия приводит к быстрой потере гликозаминогликанов эндотелиального гликокаликса [15]. Это свидетельствует о том, что его состав зависит от скорости синтеза эндотелием гликозаминогликанов и их шеддингом (отрывом/срезанием) [14]. Следует отметить, что у человека имеется весьма высокий метаболизм гликозаминогликанов, в частности гиалуроновой кислоты [16, 17]. Так, приблизительно 1/3 имеющегося в организме человека гиалуронана (5 г) разрушается и замещается в течение дня, главным образом, ретикулоэндотелиальной системой [16]. Время полужизни гиалуроновой кислоты в кровотоке составляет 2–5 мин [17], и через систему циркуляции оборачивается каждый день от 10 до 100 мг гиалуронана [16]. Под действием активных форм кислорода на изолированном сердце крысы [18] или морской свинки [19] после ишемии/реперфузии происходит разрушение эндотелиального гликокаликса. Такие его изменения вносят вклад в механизм эндотелиальной дисфункции в постишемизированном миокарде [18, 19] и представляют раннюю ступень воспалительного каскада, связанного с реперфузионным поражением эндотелия [15].
   Гликозаминогликаны гликокаликса проявляют защитную функцию против увеличенного поступления атерогенных липопротеинов. С помощью электронной микроскопии гистохимически исследовали состояние эндотелия аорты человека [20]. Оказалось, что на ранних этапах атерогенеза количество гликокаликса на поверхности эндотелиального монослоя артерий увеличивается, проявляя компенсаторно-приспособительный ответ клетки на поступление избыточного количества атерогенных липидов. В области липидной полосы заметно резкое утолщение гликокаликса. На поздних этапах атерогенеза, с образованием фиброзной бляшки, происходит разрушение слоя гликокаликса, вплоть до его полного исчезновения. В зрелых фиброзных бляшках слой гликокаликса также существенно истончается [20]. Потеря гепарансульфата в гликокаликсе культуры эндотелия (после ее обработки гепариназой III) [21] или гиалуроновой кислоты в гликокаликсе бедренных артерий собак (после обработки гиалуронидазой) ведет к снижению продуцирования NO в ответ на напряжение сдвига на поверхности эндотелия. Для такого продуцирования NO гепарансульфат играет роль механорецептора, а гиалуроновая кислота выступает биомеханическим сенсором [22]. С этим согласуется ключевое участие гепарансульфата гликокаликса эндотелия легких в воспалительном каскаде, индуцированном пептидом (полиаргинин), который вызывает реорганизацию цитоскелета с последующей барьерной дисфункцией [23]. Деградацию гликокаликса могут стимулировать и окисленные липопротеины низкой плотности [24]. Это способствует адгезии лейкоцитов к эндотелию, что воспроизводит условия развития атеросклероза, такие как гиперхолестеринемия и присутствие в плазме крови окисленных липопротеинов [25]. Кроме того, разрушение микроциркуляторного гликокаликса приводит к быстрому отеку миокардиальной ткани в модельных экспериментах [2]. Количество адгезированных на эндотелии лейкоцитов уменьшается при введении гепарина или гепарансульфата, которые могут присоединяться к люминальной поверхности [25].

Реконструкция гликокаликса
   Реконструкции гликокаликса способствует адгезия к клеточной поверхности гиалуронана [26, 27]. Локальное введение (через баллонный катетер) гепарина кроликам с гиперхолестеринемией обеспечивало более выраженный антистенозный эффект, чем внутривенное введение гепарина (люминальный стеноз у них после ангиопластики составлял 9 и 18%, на 28-е сутки – 30 и 45%, а в группе контроля, в которой проводили только ангиопластику, – 17 и 72% соответственно) [28]. Обнаруженный эффект свидетельствовал о возможном концентрировании гликозаминогликанов на пораженном сосудистом участке, более эффективно проявлявшийся при локальном введении и использовании гликозаминогликановых фрагментов (соответствующие по времени показатели стеноза для низкомолекулярного гепарина составили 11 и 15%). При использовании меченного флюоресцеином декстрансульфата (гликозаминогликановый аналог), внутриартериально введенного через баллонный катетер за 5 мин до поражения (ишемия/реперфузия) миокарда свиней, выявлена локализация этого агента в пораженном сосуде/миокарде, соответствующая сниженному содержанию гепарансульфатпротеогликана в результате повреждения [29]. Отмеченная локальная направленная цитопротекция декстрансульфатом указывала на важность восстановления поврежденного протеогликанового слоя, что обеспечивает достоверное снижение размера инфаркта миокарда у животных. Восстановление микроциркуляторного гликокаликса у хомяков (после его деструкции гиалуронидазой) достигается инфузией смеси гиалуроновой кислоты и хондроитинсульфата [30]. При раздельном использовании указанных гликозаминогликанов реконструкции гликокаликса не выявлено. Учитывая способность гиалуронана создавать матрицы со свойствами молекулярного сита, он может играть важную роль в регуляции и установлении проницаемости апикального гликокаликса для макромолекул, а гиалуронидаза регулировать тканевую проницаемость [30].
   Отличие прямоцепочечной гиалуроновой кислоты/гиалуронана от других гликозаминогликанов заключается в отсутствие ковалентной пришивки/присоединения этого полимера к белковой основе, его высокой молекулярной массе (10⁵–10⁷ Да), отсутствие сульфатирования его молекул и в осуществлении синтеза не в аппарате Гольджи [16, 17, 31], а скорее на внутренней стороне плазматической мембраны. Как и другие гликозаминогликаны, гиалуроновая кислота одновременно выполняет в организме структурные и регуляторные функции. Первые связаны с взаимодействием с другими гликозаминогликанами экстрацеллюлярного матрикса, важными для структуры и сборки некоторых тканей, и проявляемые в сосудистой стенке (рис. 2). Вторые заключаются в связывании воды и солей, во взаимодействии с другими биомакромолекулами (белки, липиды, липопротеины, рецепторы клеточной поверхности) для влияния на внутриклеточную передачу сигнала или интернализацию гиалуроновой кислоты [16, 31]. Гидратированные цепи гиалуронана способствуют организации пути для клеточного движения [31], а разрушение эндотелиального гликокаликса капилляров ведет к быстрому отеку миокардиальной ткани [2]. Гидратированное состояние самой гиалуроновой кислоты облегчает диффузию белков и электролитов. Высокие количества гиалуронана характерны для эмбриогенеза и заживления ран [16].
   На поздних стадиях заживления ран в полностью дифференцированных тканях, таких как костная и хрящевая, появляются отложения другого гликозаминогликана – хондроитинсульфата [17]. В эволюции многоклеточных организмов хондроитинсульфат появился прежде гиалуроновой кислоты. Одно из возможных объяснений этого заключается в том, что позднее появление гиалуроновой кислоты может совпадать с потребностью обособления полипотентных стволовых клеток, которые остаются недифференцированными на протяжении жизни организма. Благодаря этому обеспечивается резервуар недифференцированных клеток для более позднего восстановления и распространения, заполнения дефектов, заживления ран и как особый способ адаптивной репарации [17]. Организм без гиалуроновой кислоты не может иметь такой компенсаторный механизм, возможно, потому что все его клетки остаются полипотентными. Организм же, занимающий более высокий уровень на эволюционной шкале, построен в основном дифференцированными клетками. Запас плюропотентных клеток может поддерживаться в плоде (зародыше) в виде стволовых клеток окружением, богатым гиалуроновой кислотой, используя такие клетки из резерва организма. Альтернативно гиалуроновая кислота может способствовать миграции плюропотентных клеток плода на заметные расстояния, в чем нет необходимости у более примитивных организмов [17]. В целом способность синтезировать гиалуронан является недавней инновацией в эволюции многоклеточных организмов [32].
   Гиалуронан представлен в экстрацеллюлярном матриксе, на клеточной поверхности и внутри клеток [16, 17, 32]. В тканях он является важным структурным компонентом внеклеточного матрикса, как, например, в хрящах. Для образования клеточной оболочки гиалуронан присоединяется к клеточной поверхности через его рецепторы (CD44, RHAMM/receptor for hyaluronan-mediated motility/, TSG-6/tumor necrosis factor-stimulated gene 6/) или другие связывающие гиалуронан-белки (гиалоадгерины) и гиалуронан-синтазы [32]. Большинство из них содержит один или два участка связывающего модуля, известного как протеогликановый тандемный (повтор/proteoglycan tandem repeat), состоящего из двух a-спиралей и двух тройных антипараллельных b-слоев, расположенных вокруг большого гидрофобного ядра, что отвечает С-типу лектинового модуля [16]. Участком для гиалуронанового связывания может быть мотив BX7B, где В – остаток основной, а Х – любой аминокислоты, которая не является отрицательно заряженной. Рецепторное связывание гиалуронана может ассоциироваться с внутриклеточным сигналингом [16, 32] (здесь не рассмотрен) и с его заякориванием на поверхности клетки для образования ее полисахаридной оболочки. Удержание гиалуроновой кислоты способствует захвату и встраиванию внеклеточных связывающих гиалуронан-белков (рис. 2), таких как хондроитинсульфатпротеогликаны разной локализации версикан, агрекан, бревикан, нейрокан, в непосредственное окружение клетки [16]. Сывороточный гиалоадгерин интер-a-трипсиновый ингибитор (IaI) и TSG-6 образуют прочный комплекс, который может способствовать сшивке молекул гиалуронана, чтобы стабилизировать образование матрикса. Таким образом, способность протеогликанов взаимодействовать с компонентами гликокаликса и внеклеточного матрикса (гиалуронаном, гликолипидами и гликобелками, нерастворимыми фибриллярными белками и ассоциированными белками плазмы) позволяет регулировать биомеханические свойства сосудов, формируя гелевую оболочку клеточного микроокружения.
   

Литература
1. Huxley VH, Williams DA. Role of a glycocalyx on coronary arteriole permeability to proteins: evidence from enzyme treatments. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2000; 278(4): H1177-85.
2. Van den Berg BM, Vink H, Spaan JA. The endothelial glycocalyx protects against myocardial edema. Circ Res 2003; 92 (6): 592–4.
3. Bourin M-C, Lindahl U. Glycosaminoglycans and the regulation of blood coagulation. Biochem J 1993; 289 (Pt 2): 313–30.
4. Siegel G. Connective tissue: more than just a matrix for cells. Comprehensive human physiology (Greger R, Windhorst U, eds.). Berlin–Heidelberg: Springer-Verlag 1996; 1: 173–224.
5. Rapraeger A, Jalkanen M, Endo E et al. The cell surface proteoglycan from mouse mammary epithelial cells bears chondroitin sulfate and heparan sulfate glycosaminoglycans. J Biol Chem 1985; 260 (20): 11046–52.
6. Williams KJ, Fuki IV. Cell-surface heparan sulfate proteoglycans: dynamic molecules mediating ligand catabolism. Curr Opin Lipidol 1997; 8 (5): 253–62.
7. Yla-Herttuala S, Sumuvuori H, Karkola K et al. Glycosaminoglycans in normal and atherosclerotic human coronary arteries. Lab Invest 1986; 54 (4): 402–7.
8. Kolodgie FD, Burke AP, Farb A et al. Differential accumulation of proteoglycans and hyaluronan in culprit lesions: insights into plaque erosion. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2002; 22 (10): 1642–8.
9. Shinjo SK, Prates NEVB, Oba SM et al. Distribution and composition of glycosaminoglycans in the left human coronary arterial branches under myocardial bridge. Atherosclerosis 1999; 143 (2): 363–8.
10. Mehta D, Malik AB. Signaling mechanisms regulating endothelial permeability. Physiol Rev 2006; 86 (1): 279–367.
11. Kenagy RD, Fischer JW, Lara S et al. Accumulation and loss of extracellular matrix during shear stress-mediated intimal growth and regression in baboon vascular grafts. J Histochem Cytochem 2005; 53(1): 131–40.
12. Chung IM, Gold HK, Schwartz SM et al. Enhanced extracellular matrix accumulation in restenosis of coronary arteries after stent deployment. J Am Coll Cardiol 2002; 40 (12): 2072–81.
13. Farb A, Kolodgie FD, Hwang JY et al. Extracellular matrix changes in stented human coronary arteries. Circulation 2004; 110 (8): 940–7.
14. Mulivor AW, Lipowsky HH. Inflammation- and ischemia-induced shedding of venular glycocalyx. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2004; 286 (5): H1672–80.
15. Platts SH, Linden J, Duling BR. Rapid modification of the glycocalyx caused by ischemia-reperfusion is inhibited by adenosine A2A receptor activation. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2003; 284 (6): H2360–7.
16. Camenisch TD, McDonald JA. Hyaluronan: is bigger better? Am J Respir Cell Mol Biol 2000; 23 (4): 431–3.
17. Stern R. Devising a pathway for hyaluronan catabolism: are we there yet? Glycobiology 2003; 13 (12); 105R–15R.
18. Czarnowska E, Karwatowska-Prokopczuk E. Ultrastructural demonstration of endothelial glycocalyx disruption in the reperfused rat heart. Involvement of oxygen free radicals. Basic Res Cardiol 1995; 90 (5): 3573–64.
19. Beresewicz A, Czarnowska E, Maczewski M. Ischemic preconditioning and superoxide dismutase protect against endothelial dysfunction and endothelium glycocalyx disruption in the postischemic guinea-pig hearts. Molec Cell Biochem 1998; 186 (1–2): 87–97.
20. Tararak EM, Sukhova GK. Electron microscopic study of the state of glycocalyx and endocytosis in human aortic endothelium during atherogenesis. Angiol Vasc Surgery 1999; 5 (Suppl.): 204–17.
21. Florian JA, Kosky JR, Ainslie K et al. Heparan sulfate proteoglycan is a mechanosensor on endothelial cells. Circ Res 2003; 93 (10): e136–42.
22. Mochizuki S, Vink H, Hiramatsu O et al. Role of hyaluronic acid glycosaminoglycans in shear-induced endothelium-derived nitric oxide release. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2003; 285 (2): H722–6.
23. Dull RO, Dinavahi R, Schwartz L et al. Lung endothelial heparan sulfates mediate cationic peptide-induced barrier dysfunction: a new role for the glycocalyx. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2003; 285 (5): L986–95.
24. Vink H, Constantinescu AA, Spaan JAE. Oxidized lipoproteins degrade the endothelial surface layer: implications for platelet-endothelial cell adhesion. Circulation 2000; 101 (13): 1500–2.
25. Constantinescu AA, Vink H, Spaan JAE. Endothelial cell glycocalyx modulates immobilization of leukocytes at the endothelial surface. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2003; 23 (9): 1541–7.
26. Underhill CB, Toole BP. Binding of hyaluronate to the surface of cultured cells. J Cell Biol 1979; 82 (2): 475–84.
27. Evanko SP, Angello JC, Wight TN. Formation of hyaluronan- and versican-rich pericellular matrix is required for proliferation and migration of vascular smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol 1999; 19 (4): 1004–13.
28. Tomaru T, Fujimori Y, Morita T et al. Local delivery of antithrombotic drug prevents restenosis after balloon angioplasty in atherosclerotic rabbit artery. Jpn Circ J 1996; 60 (12): 981–92.
29. Banz Y, Hess OM, Robson SC et al. Locally targeted cytoprotection with dextran sulfate attenuates experimental porcine myocardial ischaemia/reperfusion injury. Eur Heart J 2005; 26 (21): 2334–43.
30. Henry CBS, Duling BR. Permeation of the luminal capillary glycocalyx is determined by hyaluronan. Am J Physiol Heart Circ Physiol 1999; 277: H508–14.
31. Toole BP. Hyaluronan is not just a goo! J Clin Invest 2000; 106 (3): 335–6.
32. Tammi MI, Day AJ, Turley EA. Hyaluronan and homeostasis: a balancing act. J Biol Chem 2002; 277 (7): 4581–4.