Consilium medicum начало :: поиск :: подписка :: издатели :: карта сайта

Кардиологический вестник  
Том 02/N 2/2007 ОБЗОРЫ

Состояние, деструкция и реконструкция околоклеточной углеводной оболочки люминальной сосудистой поверхности в атерогенезе


А.Д.Турашев, Е.Г.Тищенко, А.В.Максименко

Институт экспериментальной кардиологии

Согласно данным последних исследований, регулятором атерогенных сосудистых нарушений выступает гликозаминогликановая компонента клеточной оболочки эндотелия (гликокаликс, экстрацеллюлярный матрикс, интерстиций), ферменты и ингибиторы ее катаболизма. Рассмотрены причины и последствия разрушения гликокаликса при сосудистом поражении и возможность гликокаликсной реконструкции. Выделена способность гликобелкового окружения клеток регулировать биомеханические свойства сосудов, сборку и репарацию тканей.
Ключевые слова: обзор, сосудистая стенка, атеросклероз, гликокаликс, экстрацеллюлярный матрикс, гликозаминогликаны.

A.D. Turashev, E.G. Tishchenko, A.V. Maksimenko
Institute of Experimental Cardiology

The state, destruction, and reconstruction of pericellular carbohydrate-rich coating the luminal vascular surface in atherogenesis


There is recent evidence that the glycosaminoglycan component of the endotheliocytic membrane (glycocalyx, extracellular matrix, interstitium), enzymes and inhibitors of its catabolism are a regulator of atherogenic vascular impairments. The causes and sequels of glycocalyx destruction in vascular lesion and a possibility of glycocalyx reconstruction are considered. The capacity of the cellular glycoprotein environment to regulate the biomechanical properties of vessels and the assembly and repair of tissues is identified.
Key words: review, vascular wall, atherosclerosis, glycocalyx, extracellular matrix, glycosaminoglycans


Обогащенная углеводами периферическая зона на поверхности большинства эукариотических клеток представляет собой клеточную оболочку, или гликокаликс. Олигосахаридные цепи гликокаликса ковалентно присоединены к мембранным белкам (гликопротеины) и в меньшей мере – к липидам (гликолипиды). Гликолипиды и протеогликаны могут секретироваться клетками и адсорбироваться на их поверхности. Протеогликаны состоят из большого числа гликозаминогликановых полимерных цепей, присоединенных к белковой основе/кору. Высокая концентрация углеводов на клеточной поверхности служит сетевым барьером для потока растворенных веществ [1] и защищает клетки от поражения [2]. Так, эндотелиальная поверхность капилляров миокарда крыс покрыта слоем углеводов толщиной 0,2–0,5 мкм [2]. Весовое содержание углеводов в плазматических мембранах составляет от 2 до 10%. Из множества природных моносахаридов в мембранных гликопротеинах и гликолипидах встречаются лишь девять, основные из которых глюкоза и глюкозамин, галактоза и галактозамин, манноза и фукоза, а также обычная для терминального положения в углеводной цепи сиаловая кислота.   

Околоклеточная оболочка – гликокаликс и экстрацеллюлярный матрикс на люминальной сосудистой поверхности
   
Гликозаминогликановые цепи протеогликанов, участвующие в процессах гомеостаза, имеют полимерную (гиалуроновая кислота и хондроитинсульфат) и сополимерную (гепарансульфат и дерматансульфат) структуру [3] (рис. 1). Эти углеводные производные широко представлены во внеклеточном матриксе, который состоит из ламинина и фибронектина, коллагена и витронектина, протеогликанов (версикан, бигликан, декорин, перлекан, синдекан и др.). Указанные протеогликаны имеют разные посттрансляционные гликозаминогликановые компоненты [4]. Бигликан и декорин представляют собой хондроитинсульфат/дерматансульфат протеогликаны интерстициального матрикса с малогомологичной белковой основой. Версикан – внеклеточный хондроитинсульфатпротеогликан, перлекан – гепарансульфатпротеогликан базальной мембраны/внеклеточного матрикса. Синдекан – хондроитинсульфат/гепарансульфатпротеогликан [5, 6]. Их локализация разнообразна. Гликозаминогликановый состав коронарных артерий человека меняется в ходе жизнедеятельности. Отмечен рост содержания сульфатированных гликозаминогликанов, особенно хондроитинсульфата и дерматансульфата, при атерогенезе [7]. При этом состав гликозаминогликанов может влиять на стабильность атеросклеротических бляшек [8], обнаруживая накопление гиалуронана и хондроитинсульфата по центрам их эрозии.
   Изменение гликозаминогликанового состава может повышать антитромботическую защиту сосудистой стенки [9]. В ветви коронарной артерии, расположенной под внутримиокардиальным мостиком, где обычно отсутствуют тромботические отложения и атеросклеротические поражения, отмечается повышенное на 47% содержание гликозаминогликанов по сравнению с расположенными рядом пре- и постсегментами сосуда. Повышенное содержание гликозаминогликанов не приводило к утолщению артериальной стенки. Содержание дерматансульфата увеличивалось в 1,8 раза, а гепарансульфата – в 1,6 раза. Последнее следует подчеркнуть особо, как причину повышения атромбогенности сосудистой стенки при ее деформации компрессионными силами волокон миокардиального мостика во время систолического давления, как и при развитии атеросклеротических и тромботических поражений [9]. Присутствие гликозаминогликанов вносит вклад в сосудистую целостность и ремоделирование.
   Предполагается, что клетки эндотелиального монослоя кровеносных сосудов, адгезированные на нормальном экстрацеллюлярном матриксе, неподвижны. Компоненты экстрацеллюлярного матрикса, являющиеся частью базальной мембраны необычайно высокой эластичности и растяжимости, синтезируются и секретируются, в частности, эндотелием в ходе ангиогенеза и васкулогенеза. Эндотелий зрелых сосудов способен постоянно ремоделировать экстрацеллюлярный матрикс [10]. Установка артериального шунта у бабуинов при нормальном напряжении сдвига эндотелиального слоя ведет к появлению неоинтимального утолщения, богатого гиалуронаном и версиканом, а вблизи шунта – коллагеном и бигликаном [11]. Высокое напряжение сдвига способствует регрессу неоинтимы с потерей протеогликанов и деградацией версикана. Взаимодействие последнего с интегринами эндотелиальной поверхности генерирует сигналы, которые ингибируют пролиферацию и миграцию эндотелия и стимулируют адгезию клеток друг к другу и к экстрацеллюлярному матриксу. Полагают, что 15–30% частоты развития стентовых рестенозов (в течение 6 мес со времени их установки) обусловлено скорее повышенным накоплением экстрацеллюлярного матрикса, чем клеточной пролиферацией [12]. Отмечено общее присутствие версикана, бигликана, перлекана, гиалуронана. В период до 18 мес после проведения ангиопластики экстрацеллюлярный матрикс стентовой области похож на не полностью зажившую рану, отличается повышенным содержанием версикана, гиалуронана, коллагена III типа [13]. В дальнейшем (более чем через 18 мес) наблюдали накопление декорина, коллагена I типа и достоверное снижение плотности экстрацеллюлярного матрикса и стентового стеноза. Сокращение/сжатие экстрацеллюлярного матрикса предлагается как цель терапии для предупреждения стентовых рестенозов. Гликозаминогликаны гликокаликса, экстрацеллюлярного матрикса, интерстиция в приведенных выше случаях предстают компонентом инициирующего взаимодействия.   

Разрушение гликокаликса
   
Достаточная чувствительность гликокаликса к изменению окружающих условий позволяет ему служить одним из ранних маркеров клеточного функционирования в патологических ситуациях. Так, после 60-минутной ишемии в гликокаликсе эндотелия в посткапиллярных венулах крысиной брыжейки наблюдается 40%-ное увеличение содержания галактозаминогликанов и 15%-ное повышение содержания глюкозаминогликанов [14]. Реперфузия приводит к быстрой потере гликозаминогликанов эндотелиального гликокаликса [15]. Это свидетельствует о том, что его состав зависит от скорости синтеза эндотелием гликозаминогликанов и их шеддингом (отрывом/срезанием) [14]. Следует отметить, что у человека имеется весьма высокий метаболизм гликозаминогликанов, в частности гиалуроновой кислоты [16, 17]. Так, приблизительно 1/3 имеющегося в организме человека гиалуронана (5 г) разрушается и замещается в течение дня, главным образом, ретикулоэндотелиальной системой [16]. Время полужизни гиалуроновой кислоты в кровотоке составляет 2–5 мин [17], и через систему циркуляции оборачивается каждый день от 10 до 100 мг гиалуронана [16]. Под действием активных форм кислорода на изолированном сердце крысы [18] или морской свинки [19] после ишемии/реперфузии происходит разрушение эндотелиального гликокаликса. Такие его изменения вносят вклад в механизм эндотелиальной дисфункции в постишемизированном миокарде [18, 19] и представляют раннюю ступень воспалительного каскада, связанного с реперфузионным поражением эндотелия [15].
   Гликозаминогликаны гликокаликса проявляют защитную функцию против увеличенного поступления атерогенных липопротеинов. С помощью электронной микроскопии гистохимически исследовали состояние эндотелия аорты человека [20]. Оказалось, что на ранних этапах атерогенеза количество гликокаликса на поверхности эндотелиального монослоя артерий увеличивается, проявляя компенсаторно-приспособительный ответ клетки на поступление избыточного количества атерогенных липидов. В области липидной полосы заметно резкое утолщение гликокаликса. На поздних этапах атерогенеза, с образованием фиброзной бляшки, происходит разрушение слоя гликокаликса, вплоть до его полного исчезновения. В зрелых фиброзных бляшках слой гликокаликса также существенно истончается [20]. Потеря гепарансульфата в гликокаликсе культуры эндотелия (после ее обработки гепариназой III) [21] или гиалуроновой кислоты в гликокаликсе бедренных артерий собак (после обработки гиалуронидазой) ведет к снижению продуцирования NO в ответ на напряжение сдвига на поверхности эндотелия. Для такого продуцирования NO гепарансульфат играет роль механорецептора, а гиалуроновая кислота выступает биомеханическим сенсором [22]. С этим согласуется ключевое участие гепарансульфата гликокаликса эндотелия легких в воспалительном каскаде, индуцированном пептидом (полиаргинин), который вызывает реорганизацию цитоскелета с последующей барьерной дисфункцией [23]. Деградацию гликокаликса могут стимулировать и окисленные липопротеины низкой плотности [24]. Это способствует адгезии лейкоцитов к эндотелию, что воспроизводит условия развития атеросклероза, такие как гиперхолестеринемия и присутствие в плазме крови окисленных липопротеинов [25]. Кроме того, разрушение микроциркуляторного гликокаликса приводит к быстрому отеку миокардиальной ткани в модельных экспериментах [2]. Количество адгезированных на эндотелии лейкоцитов уменьшается при введении гепарина или гепарансульфата, которые могут присоединяться к люминальной поверхности [25].

Рис. 1. Условное представление структурных звеньев гликозаминогликановых цепей полимерной и сополимерной природы. Цифры в скобках перед знаком сульфогрупп – возможные позиции сульфатирования в остатках гексуроновых кислот или N-ацетил-гексурозамина. GlcA – глюкуроновая кислота, IdoA – идуроновая кислота, GlcNAc – N-ацетилглюкозамин, GalNAc – N-ацетилгалактозамин.

Рис. 2. Схематическое изображение поперечного среза поверхностного участка артериальной стенки.

Реконструкция гликокаликса
   
Реконструкции гликокаликса способствует адгезия к клеточной поверхности гиалуронана [26, 27]. Локальное введение (через баллонный катетер) гепарина кроликам с гиперхолестеринемией обеспечивало более выраженный антистенозный эффект, чем внутривенное введение гепарина (люминальный стеноз у них после ангиопластики составлял 9 и 18%, на 28-е сутки – 30 и 45%, а в группе контроля, в которой проводили только ангиопластику, – 17 и 72% соответственно) [28]. Обнаруженный эффект свидетельствовал о возможном концентрировании гликозаминогликанов на пораженном сосудистом участке, более эффективно проявлявшийся при локальном введении и использовании гликозаминогликановых фрагментов (соответствующие по времени показатели стеноза для низкомолекулярного гепарина составили 11 и 15%). При использовании меченного флюоресцеином декстрансульфата (гликозаминогликановый аналог), внутриартериально введенного через баллонный катетер за 5 мин до поражения (ишемия/реперфузия) миокарда свиней, выявлена локализация этого агента в пораженном сосуде/миокарде, соответствующая сниженному содержанию гепарансульфатпротеогликана в результате повреждения [29]. Отмеченная локальная направленная цитопротекция декстрансульфатом указывала на важность восстановления поврежденного протеогликанового слоя, что обеспечивает достоверное снижение размера инфаркта миокарда у животных. Восстановление микроциркуляторного гликокаликса у хомяков (после его деструкции гиалуронидазой) достигается инфузией смеси гиалуроновой кислоты и хондроитинсульфата [30]. При раздельном использовании указанных гликозаминогликанов реконструкции гликокаликса не выявлено. Учитывая способность гиалуронана создавать матрицы со свойствами молекулярного сита, он может играть важную роль в регуляции и установлении проницаемости апикального гликокаликса для макромолекул, а гиалуронидаза регулировать тканевую проницаемость [30].
   Отличие прямоцепочечной гиалуроновой кислоты/гиалуронана от других гликозаминогликанов заключается в отсутствие ковалентной пришивки/присоединения этого полимера к белковой основе, его высокой молекулярной массе (105–107 Да), отсутствие сульфатирования его молекул и в осуществлении синтеза не в аппарате Гольджи [16, 17, 31], а скорее на внутренней стороне плазматической мембраны. Как и другие гликозаминогликаны, гиалуроновая кислота одновременно выполняет в организме структурные и регуляторные функции. Первые связаны с взаимодействием с другими гликозаминогликанами экстрацеллюлярного матрикса, важными для структуры и сборки некоторых тканей, и проявляемые в сосудистой стенке (рис. 2). Вторые заключаются в связывании воды и солей, во взаимодействии с другими биомакромолекулами (белки, липиды, липопротеины, рецепторы клеточной поверхности) для влияния на внутриклеточную передачу сигнала или интернализацию гиалуроновой кислоты [16, 31]. Гидратированные цепи гиалуронана способствуют организации пути для клеточного движения [31], а разрушение эндотелиального гликокаликса капилляров ведет к быстрому отеку миокардиальной ткани [2]. Гидратированное состояние самой гиалуроновой кислоты облегчает диффузию белков и электролитов. Высокие количества гиалуронана характерны для эмбриогенеза и заживления ран [16].
   На поздних стадиях заживления ран в полностью дифференцированных тканях, таких как костная и хрящевая, появляются отложения другого гликозаминогликана – хондроитинсульфата [17]. В эволюции многоклеточных организмов хондроитинсульфат появился прежде гиалуроновой кислоты. Одно из возможных объяснений этого заключается в том, что позднее появление гиалуроновой кислоты может совпадать с потребностью обособления полипотентных стволовых клеток, которые остаются недифференцированными на протяжении жизни организма. Благодаря этому обеспечивается резервуар недифференцированных клеток для более позднего восстановления и распространения, заполнения дефектов, заживления ран и как особый способ адаптивной репарации [17]. Организм без гиалуроновой кислоты не может иметь такой компенсаторный механизм, возможно, потому что все его клетки остаются полипотентными. Организм же, занимающий более высокий уровень на эволюционной шкале, построен в основном дифференцированными клетками. Запас плюропотентных клеток может поддерживаться в плоде (зародыше) в виде стволовых клеток окружением, богатым гиалуроновой кислотой, используя такие клетки из резерва организма. Альтернативно гиалуроновая кислота может способствовать миграции плюропотентных клеток плода на заметные расстояния, в чем нет необходимости у более примитивных организмов [17]. В целом способность синтезировать гиалуронан является недавней инновацией в эволюции многоклеточных организмов [32].
   Гиалуронан представлен в экстрацеллюлярном матриксе, на клеточной поверхности и внутри клеток [16, 17, 32]. В тканях он является важным структурным компонентом внеклеточного матрикса, как, например, в хрящах. Для образования клеточной оболочки гиалуронан присоединяется к клеточной поверхности через его рецепторы (CD44, RHAMM/receptor for hyaluronan-mediated motility/, TSG-6/tumor necrosis factor-stimulated gene 6/) или другие связывающие гиалуронан-белки (гиалоадгерины) и гиалуронан-синтазы [32]. Большинство из них содержит один или два участка связывающего модуля, известного как протеогликановый тандемный (повтор/proteoglycan tandem repeat), состоящего из двух a-спиралей и двух тройных антипараллельных b-слоев, расположенных вокруг большого гидрофобного ядра, что отвечает С-типу лектинового модуля [16]. Участком для гиалуронанового связывания может быть мотив BX7B, где В – остаток основной, а Х – любой аминокислоты, которая не является отрицательно заряженной. Рецепторное связывание гиалуронана может ассоциироваться с внутриклеточным сигналингом [16, 32] (здесь не рассмотрен) и с его заякориванием на поверхности клетки для образования ее полисахаридной оболочки. Удержание гиалуроновой кислоты способствует захвату и встраиванию внеклеточных связывающих гиалуронан-белков (рис. 2), таких как хондроитинсульфатпротеогликаны разной локализации версикан, агрекан, бревикан, нейрокан, в непосредственное окружение клетки [16]. Сывороточный гиалоадгерин интер-a-трипсиновый ингибитор (IaI) и TSG-6 образуют прочный комплекс, который может способствовать сшивке молекул гиалуронана, чтобы стабилизировать образование матрикса. Таким образом, способность протеогликанов взаимодействовать с компонентами гликокаликса и внеклеточного матрикса (гиалуронаном, гликолипидами и гликобелками, нерастворимыми фибриллярными белками и ассоциированными белками плазмы) позволяет регулировать биомеханические свойства сосудов, формируя гелевую оболочку клеточного микроокружения.
   

Исследование выполнено при частичной поддержке Росздрава и РФФИ (гранты №06-04-48058 и 07-04-12057-офи).

Литература
1. Huxley VH, Williams DA. Role of a glycocalyx on coronary arteriole permeability to proteins: evidence from enzyme treatments. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2000; 278(4): H1177-85.
2. Van den Berg BM, Vink H, Spaan JA. The endothelial glycocalyx protects against myocardial edema. Circ Res 2003; 92 (6): 592–4.
3. Bourin M-C, Lindahl U. Glycosaminoglycans and the regulation of blood coagulation. Biochem J 1993; 289 (Pt 2): 313–30.
4. Siegel G. Connective tissue: more than just a matrix for cells. Comprehensive human physiology (Greger R, Windhorst U, eds.). Berlin–Heidelberg: Springer-Verlag 1996; 1: 173–224.
5. Rapraeger A, Jalkanen M, Endo E et al. The cell surface proteoglycan from mouse mammary epithelial cells bears chondroitin sulfate and heparan sulfate glycosaminoglycans. J Biol Chem 1985; 260 (20): 11046–52.
6. Williams KJ, Fuki IV. Cell-surface heparan sulfate proteoglycans: dynamic molecules mediating ligand catabolism. Curr Opin Lipidol 1997; 8 (5): 253–62.
7. Yla-Herttuala S, Sumuvuori H, Karkola K et al. Glycosaminoglycans in normal and atherosclerotic human coronary arteries. Lab Invest 1986; 54 (4): 402–7.
8. Kolodgie FD, Burke AP, Farb A et al. Differential accumulation of proteoglycans and hyaluronan in culprit lesions: insights into plaque erosion. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2002; 22 (10): 1642–8.
9. Shinjo SK, Prates NEVB, Oba SM et al. Distribution and composition of glycosaminoglycans in the left human coronary arterial branches under myocardial bridge. Atherosclerosis 1999; 143 (2): 363–8.
10. Mehta D, Malik AB. Signaling mechanisms regulating endothelial permeability. Physiol Rev 2006; 86 (1): 279–367.
11. Kenagy RD, Fischer JW, Lara S et al. Accumulation and loss of extracellular matrix during shear stress-mediated intimal growth and regression in baboon vascular grafts. J Histochem Cytochem 2005; 53(1): 131–40.
12. Chung IM, Gold HK, Schwartz SM et al. Enhanced extracellular matrix accumulation in restenosis of coronary arteries after stent deployment. J Am Coll Cardiol 2002; 40 (12): 2072–81.
13. Farb A, Kolodgie FD, Hwang JY et al. Extracellular matrix changes in stented human coronary arteries. Circulation 2004; 110 (8): 940–7.
14. Mulivor AW, Lipowsky HH. Inflammation- and ischemia-induced shedding of venular glycocalyx. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2004; 286 (5): H1672–80.
15. Platts SH, Linden J, Duling BR. Rapid modification of the glycocalyx caused by ischemia-reperfusion is inhibited by adenosine A2A receptor activation. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2003; 284 (6): H2360–7.
16. Camenisch TD, McDonald JA. Hyaluronan: is bigger better? Am J Respir Cell Mol Biol 2000; 23 (4): 431–3.
17. Stern R. Devising a pathway for hyaluronan catabolism: are we there yet? Glycobiology 2003; 13 (12); 105R–15R.
18. Czarnowska E, Karwatowska-Prokopczuk E. Ultrastructural demonstration of endothelial glycocalyx disruption in the reperfused rat heart. Involvement of oxygen free radicals. Basic Res Cardiol 1995; 90 (5): 3573–64.
19. Beresewicz A, Czarnowska E, Maczewski M. Ischemic preconditioning and superoxide dismutase protect against endothelial dysfunction and endothelium glycocalyx disruption in the postischemic guinea-pig hearts. Molec Cell Biochem 1998; 186 (1–2): 87–97.
20. Tararak EM, Sukhova GK. Electron microscopic study of the state of glycocalyx and endocytosis in human aortic endothelium during atherogenesis. Angiol Vasc Surgery 1999; 5 (Suppl.): 204–17.
21. Florian JA, Kosky JR, Ainslie K et al. Heparan sulfate proteoglycan is a mechanosensor on endothelial cells. Circ Res 2003; 93 (10): e136–42.
22. Mochizuki S, Vink H, Hiramatsu O et al. Role of hyaluronic acid glycosaminoglycans in shear-induced endothelium-derived nitric oxide release. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2003; 285 (2): H722–6.
23. Dull RO, Dinavahi R, Schwartz L et al. Lung endothelial heparan sulfates mediate cationic peptide-induced barrier dysfunction: a new role for the glycocalyx. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2003; 285 (5): L986–95.
24. Vink H, Constantinescu AA, Spaan JAE. Oxidized lipoproteins degrade the endothelial surface layer: implications for platelet-endothelial cell adhesion. Circulation 2000; 101 (13): 1500–2.
25. Constantinescu AA, Vink H, Spaan JAE. Endothelial cell glycocalyx modulates immobilization of leukocytes at the endothelial surface. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2003; 23 (9): 1541–7.
26. Underhill CB, Toole BP. Binding of hyaluronate to the surface of cultured cells. J Cell Biol 1979; 82 (2): 475–84.
27. Evanko SP, Angello JC, Wight TN. Formation of hyaluronan- and versican-rich pericellular matrix is required for proliferation and migration of vascular smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol 1999; 19 (4): 1004–13.
28. Tomaru T, Fujimori Y, Morita T et al. Local delivery of antithrombotic drug prevents restenosis after balloon angioplasty in atherosclerotic rabbit artery. Jpn Circ J 1996; 60 (12): 981–92.
29. Banz Y, Hess OM, Robson SC et al. Locally targeted cytoprotection with dextran sulfate attenuates experimental porcine myocardial ischaemia/reperfusion injury. Eur Heart J 2005; 26 (21): 2334–43.
30. Henry CBS, Duling BR. Permeation of the luminal capillary glycocalyx is determined by hyaluronan. Am J Physiol Heart Circ Physiol 1999; 277: H508–14.
31. Toole BP. Hyaluronan is not just a goo! J Clin Invest 2000; 106 (3): 335–6.
32. Tammi MI, Day AJ, Turley EA. Hyaluronan and homeostasis: a balancing act.
J Biol Chem 2002; 277 (7): 4581–4.



В начало
/media/cardio/07_02/64.shtml :: Sunday, 18-Nov-2007 22:10:48 MSK
© Издательство Media Medica, 2000. Почта :: редакция, webmaster