CONSILIUM-MEDICUM :: Том 4/N 1/2002

Сепсис — это системная воспалительная реакция в ответ на инфекцию [71], т.е. инфекция является обязательным условием развития сепсиса. Сепсис может осложнять течение инфекции различной локализации. Более 90% случаев сепсиса обусловлено бактериями [72]. По кооперативным данным [73], грамположительные и грамотрицательные бактерии составляют примерно равные части (52,9 и 41,2% соответственно), грибы и анаэробы значительно реже являются причиной сепсиса (4,6 и 1,3% соответственно). В группе пациентов с сеписом летальность составляет 10,4% и увеличивается прямо пропорционально тяжести состояния: при тяжелом сепсисе летальность составляет уже 31, 2%, при септическом шоке — 58,3%, при полиорганной недостаточности — 81,8%. Безусловно, важным является своевременное и точное определение источника инфекции и микроорганизма, ее вызвавшего. Такая информация является основой для более эффективных лечебных мероприятиятий на ранних стадиях инфекционного процесса, до развития шока и полиорганной недостаточности.
   Bloodstream infections (инфекции кровеносного русла, инфекции кровотока) — актуальная проблема как для клиницистов, так и для клинических микробиологов. Целью посева крови на искусственные питательные среды является получение положительной гемокультуры при бактериемии. Чувствительность и специфичность культурального метода зависит от многих причин.
   Бактериемия — это присутствие бактерий в системном кровотоке. Иногда этот термин используют в более широком смысле — для обозначения присутствия вирусов (вирусемия), грибов (фунгемия) в крови, но появляется тенденция к разделению этих понятий [1, 2]. Летальность, непосредственно связанная с бактериемией, составляет 7,1% [73]. Бактериемию можно подтвердить микробиологически, получив положительную гемокультуру, но факт высева микроорганизма из крови приобретает диагностическое значение только после соотнесения его с клинической картиной, так как сепсис является понятием клиническим, а не лабораторным [1, 71, 72, 73]. Различают бактериемию первичную (не выявлен очаг инфекционного воспаления) и вторичную (определен очаг инфекционного воспаления).
   Лабораторная диагностика бактериемии является важным и ответственным этапом при выборе антимикробной терапии. Получение положительных гемокультур ценно и в диагностическом, и в прогностическом аспектах [3–5]. В то же время среди исследователей нет единого мнения по многим вопросам, возникающим в процессе проведения микробиологического исследования крови.
Таблица 1. Оценка роста микроорганизмов

Гемокультура	Количество выросших колоний	Вывод
Положительная	>15 КОЕ	Катетер является источником инфекции
	<15 КОЕ	Микробное обсеменение катетера из кровеносного русла
Отрицательная	>15 КОЕ	Катетер локально инфицирован, не исключается перемежающаяся бактериемия
	<15 КОЕ	Катетер колонизирован

Состояние	Рекомендации
Подозрение на острую первичную бактериемию или фунгемию, менингит, остеомиелит, артрит или пневмонию	2 или 3 гемокультуры непосредственно после клинических проявлений
Подозрение на бактериемию или фунгемию при стойко негативных гемокультурах	Использовать альтернативные методы получения гемокультур для роста трудно и редко высеваемых микроорганизмов
Инфекционные эндокардиты	3 гемокультуры в течение 1—2 ч; при отрицательных результатах в течение 24 ч получить более 3 гемокультур от пациентов, получающих антимикробную терапию в течение 2 нед до поступления в стационар, получать 2 гемокультуры каждые 3 последующих дня

   Частота бактериемий растет: по кооперативным данным, в 1980—1986 гг. первичные бактериемии у госпитализированных больных составляли 7%, а в 1990—1992 гг. — 14% [6, 7]. Регистрируются совершенно новые патогены, спектр возбудителей изменяется. Методы, используемые для выделения бактерий и грибов из крови, меняются с развитием микробиологической промышленности и появлением коммерческих систем для получения гемокультур. Необходимо тщательно выбирать диагностические системы и очень осторожно интерпретировать полученные результаты.
   Для микробиологической диагностики бактериемии имеет значение тип бактериемии. Персистирующая (упорная, стойкая) бактериемия встречается при невыявленной локализации инфекции, а также при неудачном удалении, дренировании очага инфекции. Иногда стойкая бактериемия развивается вследствие проведения адекватной антибактериальной терапии. Микроорганизмы обычно поступают в кровь из первичного очага инфекции через лимфатическую систему. Источниками бактериемии могут быть: мочеполовой тракт — в 25% случаев, респираторный — в 20% случаев, абсцессы – в 10%, хирургические раны — в 6%, желчный тракт — в 5%, 10% — прочие места, 25% — неизвестные источники [9].
   Прямое попадание бактерий или грибов в кровоток происходит при внутрисосудистых инфекциях (инфекционный эндокардит, инфицированная артериовенозная фистула, микотическая аневризма, гнойный флебит, инфицированный внутрисосудистый катетер и т. д.).
   Внутрисосудистые катетеры занимают особое место в качестве возможного источника инфекции. В США ежегодно в отделениях интенсивной терапии регистрируют примерно 80 000 случаев катетерассоциированных инфекций. За год стоимость курса терапии таких инфекций составляет от 296 млн долларов до 2,3 млрд долларов, и примерно 2400—20 000 (14—28%) случаев смерти каждый год связывают с такими инфекциями [10, 27–29]. Инвазивные процедуры приводят к нарушению анатомических барьеров, что провоцирует возникновение инфекций [11]. Развитие катетерассоциированных инфекций зависит от нескольких факторов, и нейтропения среди них имеет первостепенное значение [12–14]. Часто имеется только колонизация места контакта катетера с кожей, наружной поверхности катетера или его просвета [15].
   Имеет значение тип используемого катетера. При применении коротких типов катетеров инфекция развивается реже (2,6%), чем при использовании длинных (26%) [15, 16]. Развитие инфекции чаще связывают с трехпросветными катетерами, чем с однопросветными [15, 17]; "port-катетеры" редко (1—5%) ассоциированы с инфекцией [12, 16].
   Длительность катетеризации также влияет на возможность инфицирования и развитие диссеминированных инфекций [15, 18]. При длительности катетеризации менее 7 дней инфекции развиваются у 5% больных, более 7 дней, но менее 1 мес — у 11% больных, а при длительной катетеризации (более 1 мес) — у 36% больных [13].
   Основное заболевание играет важную роль в развитии катетерассоциированных инфекций. Так, больные острыми лейкозами являются особой группой риска: у больных острыми лейкозами катетерассоциированные инфекции развиваются в 50% случаев [16, 20].
   Связь сепсиса с инфицированным катетером была подтверждена микробиологическими исследованиями и, по данным разных авторов, составляет от 20—29% [14, 21, 22] до 55% [23–25]. Предложено различать колонизацию катетера, катетерассоциированную бактериемию и катетерассоциированный сепсис [72].
   Лабораторная диагностика катетерассоциированной инфекции проводится различными методами: прямая микроскопия, культуральное исследование мазков с кожи в месте установленного катетера, полуколичественный и количественный культуральные методы исследования удаленного катетера, метод одновременного посева крови из катетера и из вены. Применяют также исследование биопленки внутренней поверхности катетера без его удаления с помощью специальных щеток [74]. Для уточнения колонизации катетера микроорганизмами наиболее часто используется полуколичественный метод, описанный Maki et al. [26]. Сегмент удаленного катетера прокатывается по поверхности плотной питательной среды (5% кровяной агар), подсчитывается количество выросших колоний микроорганизмов после инкубации при 37°С. Предложена следующая оценка полученного роста микроорганизмов (табл. 1).
   Collingnon и cоавт. [30] cчитают, что катетерассоциированный сепсис может быть связан и с меньшим количеством микроорганизмов (5 КОЕ и более). Недостатком метода является невозможность получить для микробиологического исследования микроорганизмы, вегетирующие в просвете катетера. Кроме того, сегментом катетера неудобно манипулировать при посеве на поверхность питательной среды.
   Cristian Brun-Buisson и соавт. [31] описали метод количественного посева удаленного катетера. Отмывается 5—6 см удаленного катетера (дистальный конец) в 1 мл стерильного физиологического раствора в течение 1 мин. На поверхность 5% кровяного агара наносится 0,1 мл раствора и равномерно распределяется по его поверхности, посев инкубируется 5 сут при 37°С. Подсчитывается количество выросших колоний микроорганизмов, которое умножается на 10. Величина обсемененности 103 КОЕ/мл и более была связана с катетерассоциированным сепсисом. Чувствительность метода составляет 97,5%, специфичность — 88%. Метод предельно прост в исполнении и позволяет более полно оценить обсемененность наружной и внутренней поверхностей катетера микроорганизмами.
   В лаборатории нашей клиники метод был несколько модифицирован: сегмент удаленного катетера перед отмыванием в растворе измельчался, инокулят в требуемом количестве наносился на 2 идентичные чашки Петри с 5% кровяным агаром (при подсчете колоний определяли среднее арифметическое число), а оставшийся измельченный сегмент заливался тиогликолевой средой. Эти дополнительные процедуры позволяют исключить случаи внутрилабораторного загрязнения (на поверхности кровяного агара могут быть микроколонии еще до посева исследуемого материала), а также получить рост микроаэрофилов и анаэробных бактерий в тиогликолевой среде.
   Для правильной микробиологической диагностики бактериемии крайне важно помнить о ее клинических видах. Принято различать следующие виды бактериемии:
   — временная (преходящая, транзиторная);
   — скачкообразная (перемежающаяся, интермиттирующая);
   — постоянная (длительная).
   Временная бактериемия бывает после манипуляций в области инфицированных тканей (абсцессы, фурункулы и др.), при инструментальной контаминации поверхности слизистой оболочки (стоматология, цистоскопия, катетеризация, ректороманоскопия и др.), а также при оперативных вмешательствах на инфицированных тканях (трансуретральная резекция простаты, вагинальная гистерэктомия, резекция инфицированных костных тканей) [8, 46].
   Скачкообразная бактериемия наиболее часто связана с интраабдоминальными абсцессами, абсцессами малого таза, печени, простаты, любыми периферическими абсцессами. Подобные абсцессы могут быть наиболее частой причиной лихорадки неясного генеза.
   Длительная бактериемия — характерный признак инфекционных эндокардитов и прочих фокусов внутрисосудистых инфекций [8, 32, 33]. Бактериемия подобного типа может также наблюдаться в первые несколько недель тифоидной лихорадки и при бруцеллезе.
   Бактериемия также может иметь место на ранних этапах многих системных и локальных инфекций: в 50—80% при менингитах, 5—30% при пневмонии, 20—70% при гнойных артритах, 30—50% при остеомиелитах, 5—90% при гонококковых и менингококковых инфекциях [19].
   Показаниями для посева крови являются: гипотермия (температура тела менее 36°С) или лихорадка (более 38°С), лейкоцитоз (общее количество лейкоцитов в периферической крови более 10.109/л) [36], фебрильная нейтропения у онкологических больных (особенно у больных гемобластозами). У новорожденных при подозрении на сепсис посев крови рекомендуется дополнять посевами мочи и ликвора [37]. У маленьких детей, особенно до 2 лет, часто могут быть бактериемии, обусловленные пневмококком или гемофильной палочкой, со значительной лихорадкой (>39,4°С) и лейкоцитозом (общее количество лейкоцитов более 20.109/л) [38]. У пожилых пациентов описаны случаи бактериемий с афебрилитетом [32, 39]. Невысокая лихорадка у пожилых людей может быть признаком эндокардита, особенно при сочетании с миалгиями, недомоганием или параличом [32].
   Забор крови для посева на искусственные питательные среды нужно производить до назначения системных антимикробных препаратов [34–36, 46].
   Ответственным этапом получения гемокультуры безусловно является обработка кожи и венепункция. Основная трудность в интерпретации гемокультур — возможная контаминация микрофлорой кожи. Эта проблема решается тщательной обработкой кожи антисептиками (настойка йода или йодофор). Так как инфекционные эндокардиты, особенно при протезировании клапанов сердца, могут быть вызваны индигенной (с кожи) флорой (S. epidermidis, Сorynebacterium spp.), контаминация при заборе крови должна быть снижена до минимума.
   Кровь забирается не из катетера, исключая случаи, когда невозможно получить кровь непосредственно из вены или нужно подтвердить катетерассоциированную инфекцию [40]. В последнем случае кровь забирается одновременно и из вены, и из катетера. Считается, что при одновременном посеве крови из катетера и из вены убедительным доказательством катетерассоциированной инфекции является то, что рост микроорганизмов регистрируется раньше в тех флаконах, куда инокулируется кровь из катетера, так как концентрация микроорганизмов при посеве крови из инфицированного катетера в 4—30 раз выше, чем в образце крови, засеянной непосредственно из вены [72]. Такой метод имеет высокую чувствительность (92,8%) и специфичность 100% [74]. Для диагностики инфекционного эндокардита не обязательно засевать артериальную кровь, так как доказано, что нет особой разницы в результате посева венозной и артериальной крови [41].
   Получать кровь для посева можно различными способами. Предпочтительно использовать иглу размера 21 со шприцем, объем которого на 5—10 мл больше необходимого объема крови. Можно применять иглы типа "butterfly" со шприцем, хотя использование инъекционных систем с пластиковыми трубками малого диаметра увеличивает вероятность образования сгустков крови.
   Для получения роста аэробных микроорганизмов чаще всего используют среду на основе гидролизата казеина сои. Для труднорастущих микроорганизмов используют среды с повышенным содержанием питательных компонентов: сердечно-мозговой экстракт, среды, обогащенные пептоном. Для выращивания анаэробов используют различные среды, в том числе гидролизат казеина сои, колумбийская, пептоновая среды.
   Большинство коммерческих культуральных сред содержат в качестве антикоагулянта полианетолсульфонат (ПСН) в концентрации 0,025—0,05%. ПСН не лишен определенных недостатков: показано, что он может подавлять рост N.meningitidis, N.gonorrhoeae, G.vaginalis, Streptobacillus moniliformis, Peptostreptococcus anaerobius, Francisella tularensis, Moraxella catarrhalis [42, 43, 44]. Высокие концентрации ПСН, улучшая рост грамположительных кокков, ухудшают рост грамотрицательных бактерий. В качестве антикоагулянта для культуральной среды также испытывали аналогичное соединение — амилосульфат натрия (АСН). Хотя АСН не подавляет роста тех микроорганизмов, которые ингибируются ПСН, он снижает количество обнаруживаемых стафилококков и бактерий семейств Bacteroidaceae и Eubacterium [45]. При использовании АСН рост бактерий выявляется быстрее [45]. Другие обычные антикоагулянты типа гепарина, ЭДТА (этилендиаминтетрауксусная кислота) и цитрата натрия нельзя использовать ни в культуральных средах, ни для сбора крови (за одним исключением — при применении метода лизиса — центрифугирования в системе "Isolator").
   Набор флаконов для посева крови формируется, исходя из результатов оценки врачом состояния больного, профиля стационара. Анаэробы и грибы нечасто являются причиной бактериемии, поэтому в первую очередь необходимо ориентироваться на аэробные бактерии. Если невозможно получить достаточное количество крови для инокуляции одновременно в несколько флаконов, можно ограничиться выбором среды для аэробных микроорганизмов [72].

Объем гемокультуры и фактор разведения
   Гемокультура определяется как забор крови при разовой венепункции, т.е. определенный объем крови, засеянный в один или несколько флаконов из одного шприца.
   Объем засеваемой крови — один из наиболее важных моментов [47–54]. Когда объем крови увеличивается с 2 до 20 мл, вероятность получения роста возрастает с 30% до 50%, так как каждый дополнительный 1 мл крови увеличивает вероятность роста на 3—5% [48, 51, 54]. Концентрация микроорганизмов в крови взрослых обычно меньше 10 КОЕ/мл, а чаще всего даже меньше 1 КОЕ/мл, поэтому каждый дополнительный миллилитр крови увеличивает вероятность получения положительной гемокультуры.
   Современные рекомендации предлагают одномоментный посев 20—30 мл крови взрослого пациента 2 или 3 раза в течение 24 ч. Нет единого мнения относительно отрезка времени, который нужно выдержать между первым и последующими заборами крови: посев крови можно делать с интервалом от нескольких минут до нескольких часов [46, 72].
   Положительную гемокультуру удается получить в 100% случаев, если в инокулируемом образце крови содержится не менее 3 КОЕ/мл (колониеобразующих единиц) [75]. У детей концентрация микроорганизмов в крови выше, чем у взрослых, обычно более 100 КОЕ/мл, и чаще даже более 1000 КОЕ/мл, поэтому объем засеваемой крови может быть небольшой, но не менее 1 мл. У детей нередко трудно получить много крови для посева, особенно у новорожденных. Обычно берется 1—5 мл крови, хотя при посеве менее 1 мл вероятность получения роста невелика. При посеве менее 10 мл крови от взрослых пациентов значительное количество бактериемий будет пропущено. Оптимальный объем крови для гемокультуры — 20—30 мл (по 10 мл в каждый флакон). Объем более 30 мл не влияет на улучшение результата.
   Соотношение крови и питательной среды во флаконе также немаловажный фактор. Оптимально соотношение — кровь: среда = 1:5 или 1:10. При разведении крови средой менее чем в 5 раз, снижается возможный рост микробов [46].

Количество, кратность и время получения гемокультур
   Сколько, как часто и когда производить забор крови — это определяется патофизиологическими особенностями бактериемии. Как уже было определено ранее, посев крови из одного шприца в несколько флаконов одномоментно считается как одна гемокультура. Было показано, что при оптимальном объеме посеянной крови 2 или 3 гемокультур достаточно, чтобы определить почти все возможные бактериемии или фунгемии [55, 56]. При интермиттирующей лихорадке кровь следует брать в течение часа перед ожидаемым ознобом или пиком температуры, так как обычно проходит около часа между поступлением бактерий в кровеносное русло и началом озноба, и так как кровь может быть стерильной ко времени подъема температуры [57, 58]. Очевидно, что на практике гемокультуры получают после начала лихорадки или озноба. Бактерии быстро удаляются из крови, поэтому необходимо получать гемокультуры так быстро при развитии лихорадки или озноба, как это только возможно. По этой причине не рекомендуется получать гемокультуры произвольно во времени [59].
   J.Maher и cоавт. [60] проанализировали 63 эпизода фебрильной нейтропении у 32 больных. Максимум фебрильных эпизодов приходился на отрезок времени с 17ч до 21 ч 30 мин, что в 5,53 раза достоверно чаще, чем в прочее время суток (21 ч 30 мин — 9 ч 30 мин). При инфекционных эндокардитах вследствие применения оптимальных сред положительные гемокультуры можно получить в 95% случаев [33]. Рекомендации для получения гемокультур при системных и локализованных инфекциях [46] представлены в табл. 2.
   В настоящее время существует большое разнообразие методов получения гемокультур: системы ручного анализа, автоматизированные системы, системы длительного мониторинга (системы посева крови с непрерывным контролем). К системам ручного анализа относятся традиционный метод посева на мясной бульон, бифазный метод, метод лизис-центрифугирования (Isolator 10 blood culture system, Walpole Laboratories), манометрический метод (Oxoid Signal blood culture system, USA, Columbia, MO) и др. В последние годы разработаны системы длительного мониторинга (системы посева крови с непрерывным контролем — СПКНК). Эти системы автоматически определяют наличие роста микроорганизмов и вырабатывают сигналы, информирующие оператора о появлении позитивных культур. В качестве примеров СПКНК можно назвать BacT/Alert System (Organon Teknika Corporation, Durhan, N.C.), ВАСТЕС (Becton Dickinson Microbiology Systems), BioMerieux Vital (BioMerieux Vitek, Hazelwood) [46].
   Положительные гемокультуры. Принципы лабораторного анализа
   Обычно (при использовании систем ручного анализа) гемокультуры следует просматривать ежедневно. Флаконы без видимого роста в течение 48—72 ч следует проверять, делая контрольный высев на плотные питательные среды (так называемое слепое субкультивирование) и мазок, окрашенный по Граму. При визуальном наблюдении за флаконами следует отмечать следующие признаки возможного роста микроорганизмов: помутнение в жидкой части среды; рост колоний на осажденном слое элементов крови или между слоями; гемолиз крови или продукция газа. В случае подозрения на положительную гемокультуру следует немедленно сделать мазок по Граму. Мазок по Граму является важной информацией для дальнейших действий (как для коррекции антибиотикотерапии, так и для проведения лабораторной диагностики) [46, 61, 63]. Если микроорганизмы не обнаруживаются окраской по Граму, то часто используется второй метод окраски акридиновым оранжевым [64, 65]. Это может помочь в случае бактериемии, обусловленной Campylobacter spp., или при бруцеллезе [66–68]. Выбор питательной среды для высева гемокультуры следует основывать на результатах микроскопии.
   Время, в течение которого следует инкубировать гемокультуры, определяется предполагаемым возбудителем. Если подозревается фунгемия, микробиологическое исследование необходимо проводить длительное время (несколько недель) с периодическим контрольным высевом и микроскопией. Бактериальный рост обычно бывает в течение 1—3 сут. При негативных гемокультурах после обязательного контрольного высева (так называемого терминального субкультивирования) с микроскопией допустимо выдать ответ: "В исследуемом образце крови в течение 5 суток роста микроорганизмов не выявлено" [46].
   Сокращение сроков проведения микробиологического анализа положительных гемокультур (в том числе и определение чувствительности к антимикробным препаратам) несомненно, очень важно в практической работе, а получение чистой культуры для определения ее чувствительности к антимикробным препаратам задерживает выдачу окончательного ответа минимум на сутки. Нет описанных стандартизированных процедур по определению чувствительности микроорганизмов к антибиотикам прямо из жидкой части гемокультуры, хотя и были проведены отдельные исследования по этому поводу [46, 69, 70].
   По кооперативным данным [73], наиболее часто высеваются из крови при бактериемиях S. aureus (15,1%), E. coli (14,5%), S. epidermidis (10,8%) и прочие коагулазонегативные стафилококки (7, 0%), S. pneumoniae (5,9%), P. aeruginosa (5,3%), K. pneumoniae (5,3%).
   При получении положительной гемокультуры крайне важно правильно оценить полученные результаты и исключить случаи возможной контаминации, которая может иметь место как при самом заборе крови (нарушены правила асептики, антисептики), так и в случае внутрилабораторного загрязнения при несоблюдении необходимых правил.
   По данным некоторых авторов, до половины всех положительных гемокультур могут быть следствием контаминации [56, 76, 77]. При постоянном контроле доля ложноположительных результатов вследствие контаминации может составлять не более 3% [46]. Контаминация может быть вследствие попадания микроорганизмов с рук медперсонала во время венепункции, кожи пациента, из воздушной среды помещения. Гемокультуры, полученные из внутрисосудистого катетера, чаще контаминированы, чем гемокультуры, полученные непосредственно из вены [78, 79]. Гемокультуры обычно считаются контаминированными, если получен рост только в одном образце крови следующих микроорганизмов: Bacillus spp., Corynebacterium spp. (кроме Corynebacterium JK.), Micrococcus spp., Lactobacillus spp., Propionibacterium, коагулазонегативные стафилококки (КНС). КНС и стрептококки группы viridans считаются возможными патогенами, только если их рост получен по крайней мере из двух образцов крови и более, взятых в один и тот же день (причем выделенный микроорганизм представлен монокультурой) или при этом обязательно должны быть соответствующие клинические проявления. Количество засеянных кровью флаконов при этом не всегда может помочь разграничить случаи контаминации и истинной бактериемии. Положительной гемокультурой считается выделение любого патогена из одной гемокультуры (за исключением вышеперечисленных микроорганизмов) [46, 56, 62, 73].
   Для совершенствования культурального метода микробиологической диагностики бактериемии, более точной интерпретации полученных результатов и их клинической значимости проведены многочисленные исследования. С появлением автоматических анализаторов крови с непрерывным контролем роста микроорганизмов наступил новый этап в развитии культурального метода диагностики бактериемии. Чувствительность и специфичность этого метода чрезвычайно зависимы от строгого соблюдения рекомендаций, начиная от показаний для посева крови и заканчивая оценкой полученных результатов.

/media/consilium/02_01/46.shtml :: Sunday, 24-Mar-2002 15:57:19 MSK

	начало :: поиск :: подписка :: издатели :: карта сайта

Диагностика бактериемии