Consilium medicum начало :: поиск :: подписка :: издатели :: карта сайта

АРТЕРИАЛЬНАЯ ГИПЕРТЕНЗИЯ  
Том 11/N 1/2005 ОБЗОРЫ

Влияние донатора NO нитрозотиола глутатиона на уровень окислов азота и малонового диальдегида в крови крыс


Л.Ю.Каминская, А.А.Жлоба, Л.А.Александрова, О.М.Моисеева, В.Л.Эмануэль, Е.В.Шляхто

Санк-Петербургский государственный медицинский университет им. акад. И.П.Павлова; Институт кардиологии им. акад. В.А.Алмазова, Санкт-Петербург

Резюме. Оксид азота (NO) представляет собой парамагнитную молекулу, т.е. свободный радикал, и при неблагоприятных условиях метаболизма способен вызвать, так называемый нитрозилирующий стресс. В работе проведено изучение нарастания продукта ПОЛ малонового диальдегида методом ВЭЖХ-анализа при введении экспериментальным крысам донора NO нитрозоглутатиона. Хроматографический анализ проводили на жидкостном хроматографе Agilent-1100 ("Agilent Technologies", Германия). Эффект нитрозоглутатиона сравнивали с влиянием вводимой животным смеси нитрилоацетата железа с гомоцистином в качестве прооксиданта. Под влиянием экспериментального оксидативного стресса после введения нитрилоацетата железа с гомоцистином (40 мкмоль/кг по содержанию железа) содержание малонового диальдегида в сыворотке крови крыс возрастало примерно в 20 раз по сравнению с этим показателем в контрольной группе животных. При нитрозотиоловом оксидативном статусе (после введения нитрозоглутатиона в дозе 200 мкмоль/кг) у крыс выявлена активация образования малонового диальдегида в 4 раза. Сделан вывод о том, что доноры NO способны вызывать оксидативный стресс. При использовании доноров NO в длительной терапии необходимо контролировать оксидативный статус организма.

Effect of the NO donator nitrosothiol glutathione on the rat blood levels of nitric oxides and malonic dialdehyde
L.Yu. Kaminskaya, A.A. Zhloba, L.A. Aleksandrova, O.M. Moiseyeva, V.L. Emanuel, Ye.V. Shlyakhto
Summary.
Nitric oxide (NO) is a paramagnetic molecule, i.e. a free radical, and, under poor metabolic conditions, can induce the so-called nitrosylating stress. HPLC was used to study an increase of the lipid peroxidation (LPO) product malonic dialdehyde when the NO donor nitrosoglutathione was administered to experimental rats. Chromatographic analysis was made on an Agilent-1100 liquid chromatograph (Agilent Technologies, Germany). The effect of nitrosogluthatione was compared with that of a mixture of ferrous nitrile acetate and homocystine given to the animals as a prooxidant. Under experimental oxidative stress after administration of ferrous nitrile and homocystine (40 mkmole/kg, calculated with reference to iron), the rat blood serum level of malonic dialdehyde increased by approximately 20 times as compared to that in the control group of animals. Four-fold activation of malonic dialdehyde formation was revealed in rats under nitrosothiol oxidation (after administration of nitrosogluthatione in a dose of 200 mkmole/kg). It is concluded that NO donors are able to induce oxidative stress. When NO donors are used in long-term therapy, it is necessary to control the body’s oxidative status.

Принятые сокращения
   
МДА – малоновый диальдегид
   ПОЛ – перекисное окисление липидов
   АФК – активные формы кислорода, термин шире, чем СР, так как включает кроме радикалов перекись водорода, синглетный кислород, гипохлориты, гидроперекиси РАВ – реактивные азотистые вещества (пероксинитрит ONOО-, нитрозоний NO+, нитроксил NO-)
   СОД – супероксиддисмутаза
   °С – температура в градусах Цельсия
   О2№ – супероксиданион
   NO или NO№ – монооксид азота, оксид азота, в отличие от высших окислов азота, обнаруживаемых в организме в виде анионов NО2- и NО3-, имеет важное физиологическое значение в качестве аллостерического модулятора гуанилатциклаз
   ONOО- – пероксинитрит
   RSH – тиоловые соединения
   RSNO – нитрозотиолы

Под влиянием оксида азота (NO) наблюдается окисление тиолов с образованием нитрозотиолов [1–4]. В плазме крови обнаруживаются нитрозотиолы цистеина, альбумина, а в клетках – нитрозотиолы глутатиона, цистеинилглицина, различных белков, включая очень важные для регуляции пролиферативной активности клеток и их апоптоза [5]. NO – свободный радикал, вызывающий эндотелийзависимую вазодилатацию (другое название – эндотелиальный фактор релаксации), ингибирующий агрегацию тромбоцитов, адгезию лейкоцитов к эндотелию и пролиферацию гладкомышечных клеток сосудистой стенки [6, 7]. Другие гладкомышечные клетки, например бронхиальные, также чувствительны к NO. NO после конъюгации с супероксиданионом направляется по различным путям преобразования пероксинитрита, включая нитрование белков, образование нитрозотиолов, в том числе нитрозотиолов гомоцистеина. Часть этих продуктов приводит к усилению оксидативного стресса и свертываемости крови, тромбообразованию. В условиях нарастающего оксидативного стресса за счет генерации активных форм кислорода чаще наблюдается снижение активности эндотелиальной NO-синтазы и глутатион-пероксидаз [8]. Это вызывает оправданное стремление использовать доноры NO в терапевтических целях при недостаточной выработке данного медиатора эндотелиальными клетками. Однако это не всегда представляется целесообразным, в связи хотя бы с тем, что субэндотелиальные макрофаги также являются источником значительных количеств NO. Кроме того, сам NO представляет парамагнитную молекулу, т.е. свободный радикал, и при неблагоприятных условиях метаболизма способен вызвать так называемый нитрозилирующий стресс.
   Экзогенные донатор NO, исключая субстрат NO-синтаз, аминокислоту аргинин, высвобождают NO, по-видимому, без участия специально синтезируемых энзимов. К подобным донорам NO относятся такие лекарственные препараты, как нитросорбит, эринит и нитроглицерин, а также нитропруссид натрия, известные в фармакологии как нитраты, нитриты, к которым относятся амилнитрит, соли азотистой кислоты – NO2-. Эти вещества с участием эндогенных окислительно-восстановительных систем способны генерировать монооксид азота (NO). Монооксид азота накапливается в виде нитрозотиолов, транспортируется и взаимодействует с молекулами-мишенями, в частности геминовыми белками [9]. К нитрозотиолам относятся нитрозоглутатион, нитрозоцистеин, нитрозо-S34-альбумин, S-нитрозо-N-ацетилпеницилламин и др. Из нитрозотиолов самым лучшим, с точки зрения малой токсичности, является S-нитрозоглутатион.
   Одной из основных целей данной работы было изучение нарастания продукта ПОЛ малонового диальдегида при введении донора NO нитрозоглутатиона экспериментальным животным.   

Материалы и методы
   
Опыты проведены на крысах-самцах линии Вистар 250–330 г. Животных получали из селекционной станции Рапполово (Санкт-Петербург). Крыс размещали по 8 особей в стандартных клетках, и животные привыкали к условиям лаборатории в течение минимум 1 нед – неограниченный доступ к пище (гранулированный корм) и воде в виварии с температурой 22±1°С и влажностью 60%.
   Подвижность животного ограничивали и соответствующий раствор вводили в течение 2–3 мин. Животным контрольной группы вводили изотонический раствор NaCl в том же объеме. Количество животных в группе менее 8 объясняется отбраковыванием при неудовлетворительном заборе материала. В каждой серии для каждой дозы использованы также по 2 резервных животных. Для анализа ВЭЖХ-методом включали материал 8 животных. Всего в экспериментах использовали 164 животных. Из них отбраковано 12.
   По истечении времени экспозиции введенной дозы животных обездвиживали приемом дислокации и после декапитации забирали материал на анализ. Спустя 30 мин после забора крови производили центрифугирование при 3000 об/мин в течение 20 мин при комнатной температуре. Сыворотку крови отбирали, помещали в пластиковые пробирки и хранили при t=-20°С до процедуры пробоподготовки.
   Животным в проведенных экспериментах вводили прооксидант и нитрозоглутатион.
   Оборудование и реактивы. Хроматографический анализ проводили на жидкостном хроматографе Agilent-1100 ("Agilent Technologies", Германия). Анализ образцов осуществляли с помощью VWD-спектрофотометрического и флюоресцентного детекторов. Для хроматографического разделения использовали колонку Kromasil KR100 3,5–C8 4,6 ґ 100 мм (4,6 ґ 150 мм). Все реагенты, которые использовались в экспериментальной работе, были особо чистые (ОСЧ) и химически чистые (ХЧ). Для приготовления подвижных фаз использовались ацетонитирил ОСЧ сорт 0 (НПК "Криохром", Россия), гидрат окиси калия ("Сигма", США), фосфорная кислота с концентрацией 87% (Россия).
   Прооксидант представлял собой смесь нитрилотриацетата железа и гомоцистина (дисульфидная форма аминотиола). Нитрилотриацетат железа готовят из динатриевой соли нитрилотриуксусной кислоты (Sigma, Chemical Co, St Louis MO USA) в количестве 94 мг и железо аммониевой соли лимонной кислоты в количестве 40 мг. Навески растворяют в 10 мл 5 мМ раствора гомоцистина на 1% альбумине и получают раствор прооксиданта с конечной концентрацией 20 мМ по иону железа. Животные получали препарат, обозначенный нами как прооксидант, в 3 дозах однократно: 0,5; 1 и 2 мл на 1 кг массы тела животного.
   Для синтеза нитрозоглутатиона использовали коммерческий препарат глутатиона восстановленного и нитрит натрия (NaNO2) [4]. На ледяной бане смешивали по 2,2 мл эквимолярные растворы (220 мкМ) глутатиона восстановленного и нитрита натрия. При постоянном перемешивании постепенно приливали 250 мкл 4,0 М HCl. Смесь инкубировали при 4°С в темноте в течение 40 мин и нейтрализовали, добавляя 250 мкл 4,0 М NaOH. Кристаллический нитрозоглутатион получали осаждением ацетоном на холоду. Высушенные кристаллы использовали для приготовления рабочих растворов нитрозоглутатиона.
   Конечную концентрацию нитрозотиола глутатиона определяли, используя коэффициент молярной экстинкции 767 М-1 см-1 при измерении светопоглощения при длине волны 334 нм. Для экспериментов использовали раствор в концентрации 1,0–0,1 мМ. Окислы азота определяли спектрофотометрическим методом с использованием реактива Грисса, как описано ранее [10].
   Для специфичного выявления МДА вместо ТБК-активных продуктов использовали следующую модификацию метода анализа по образованию флюоресцентных продуктов МДА и тиобарбитуровой кислоты [11]. К 350 мкл 1 мМ KH2PO4 pH 3,0 добавляли 5 мкл 20 мM глутатиона восстановленного и 5 мкл бутанола. После перемешивания вносили 50 мкл исследуемого образца. Перемешивали и добавляли 6 г/л тиобарбитуровую кислоту в количестве 100 мкл, перемешивали повторно. Образцы плотно закрывали пробками и выдерживали 45 мин при 93°C. После инкубации пробы охлаждали в ледяной бане 10 мин и центрифугировали при 4500 g 7 мин. Супернатант фильтровали через мембранные фильтры с размером пор 0,2 мкм. После этого пробы вносили в хроматографическую систему.
   Как показано на рис. 1, содержание МДА-производных ТБК (tR = от 3,15 до 3,25 мин) в составе ТБК-активных продуктов, определенных спектрофотометрическим методом, МДА составляет менее 50%. Большая часть ТБК-активных продуктов не выявляется по флюоресценции, характерной для ТБК-производных МДА.
   В составе ТБК-активных продуктов помимо производных МДА имеются дополнительные дериваты. На это указывают данные других авторов [12], которые обнаруживают среди ТБК-активных продуктов наряду с пероксидами липидов ацетилнейраминовую кислоту и билирубин.
   Статистическая обработка результатов экспериментов проведена непарным t-тестом Стъюдента. Различия признавали достоверными при pЈ0,05. Результаты обработки представляли как стандартные ошибки (SE) или стандартные отклонения (SD). Для получения указанных статистических параметров использовали Statsoft® Statistica, версия 6, и Microsoft® Excel 2002.   

Результаты исследования
   
Под влиянием прооксиданта в образцах сыворотки крови экспериментальных крыс обнаруживается нарастание уровня МДА (рис. 2).
   После однократного введения нитрозоглутатиона окислы азота в сыворотке крови крыс постепенно снижаются от 20 до 40 мин (рис. 3).
   При анализе гидролизатов белков сыворотки крови крыс, полученных и проанализированных спустя 40 мин после введения нитрозоглутатиона, обнаруживается фракция нитротирозина с характерным поглощением при 420–430 нм в слабощелочной (рН 8,0) и 360–380 нм в слабокислой (рН 4,5) среде. Максимальные пики абсорбции относились к образцам, полученным через 40 мин после введения нитрозотиола глутатиона.
   Накопление продукта ПОЛ МДА под влиянием нитрозотиола глутатиона развивается постепенно в течение 60 мин после введения препарата (рис. 4). Под влиянием увеличения доноров NO не наблюдается выраженного оксидативного стресса по уровню продукта ПОЛ – МДА. Интересно отметить, что максимальный уровень окислов азота в крови выявляется сразу через 20 мин после введения препарата, возрастая примерно в 3 раза по сравнению с их уровнем в сыворотке интактных животных, а уровень МДА поднимается от 0,7 до, примерно, 2,8 мкМ постепенно в течение всего периода наблюдения. В отличие от других моделей экспериментального оксидативного стресса при нитрозотиоловом оксидативном статусе не выявлено значительной активации ПОЛ у крыс, находящихся на обычной диете.   

Обсуждение
   
Механизмы воздействия нитрозотиолов при парентеральном введении связаны с их прямым вкладом в общий пул NO. Нитрозотиолы высвобождают NO в соответствии с реакцией:
   RSNO →RS` + `NO
   В этой реакции способен также образовываться тиильный радикал. Эта реакция в физиологических ситуациях протекает достаточно интенсивно только при поглощении световой энергии или других видов излучения, в особенности в присутствии ионов переходных металлов. Реакции транснитрозилирования, протекающие в присутствии переходных металлов, в том числе ионов меди, приводят к образованию дисульфидов, например глутатиона:
   2GSNO →GSSG + 2`NO
   Во внутренних средах организма высвобождение NO можно представить в виде реакции:
   GSNO + Cu1+ + H+ → GSH + NO + Cu2+
   Окисленные ионы меди подвергаются восстановлению за счет эндогенных аминотиолов или аскорбата:
   2GSH + 2Cu2+ →GSSG + 2Cu+ + 2H+
   В присутствии ионов меди или железа происходит гегенерация NO из нитрозотиолов и окисление тиоловых групп. Исходя из того, что эти ионы с переменной валентностью в свободном состоянии во внутренней среде практически отсутствуют, в настоящее время интенсивно изучаются белки, их содержащие [18]. Функции церулоплазмина, СОД и других медьсодержащих белков в регенерации NO изучены недостаточно.
   При интерпретации летальных воздействий со стороны тех или иных метаболитов и регуляторов клеточных функций используют ряд терминов: апоптоз, интерфазная гибель, клеточная гибель, некроз, травма клетки (повреждение клетки). Одним из эффекторов апоптоза является нарушение свободнорадикального метаболизма клетки. Однако однозначного ответа на вопрос об участии NO в запуске апоптоза не существует, точно так же как не существует однонаправленного участия NO в реакциях защиты клеток от апоптогенных влияний других радикалов.
   Наряду с окислительно-восстановительными парами никотидамидных коферментов, глутатиона и аскорбата, находящимися в клетках и плазме крови соответственно, и действующих в миллимолярных концентрациях, существуют зависимые от них тиолдисульфидные пары, действующие в клетках в микромолярных и более низких концентрациях. К ним относятся тиоредоксины, глутаредоксины, которые вместе с соответствующими энзимами обеспечивают высокую скорость восстановления таких субстратов, как рибонуклеотиды в дезоксирибонуклеотиды, существенных тиоловых групп энзимов и кофакторных белков.

Рис. 1. ВЭЖХ-анализ ТБК-активных продуктов в образце плазмы крови с использованием спектрофотометрического и флюорометрического детектирования на колонке Kromasil KR100 3,5–C8 4,6 ґ 100 мм, подвижная фаза – буфер 0,1М калий фосфатный, рН 3,75 с ацетонитрилом в объемном соотношении 8:2, скорость элюции 0,8 мл/мин, температура в колоночном отделении 25°С. Нанесено 10 мкл образца. а – на колонку нанесен стандартный образец 7,6 мкМ МДА, б – дериват плазмы крови.
Сплошная линия – данные флюоресценции элюата, возбуждение при 530 нм, испускание при 552 нм, пунктирная – светопоглощение в Миллиединицах абсорбции при длине волны 530 нм.

 

Рис. 2. Влияние прооксиданта в дозах 10 (группа 1), 20 (группа 2) и 40 мкмоль (группа 3) по содержанию железа на 1 кг массы тела на содержание МДА в сыворотке крови крыс.


Достоверность различий в уровне МДА группы 1 к контрольной, p=1,14365E-06,
Достоверность различий в уровне МДА второй и первой группы, p=1,22208E-05
Достоверность различий в уровне МДА группы 3 и 2, p=0,003162.
При анализе накопления ТБК-активных продуктов и МДА у экспериментальных крыс под влиянием увеличения дозы прооксиданта показано, что уровень МДА в первой группе нарастает по сравнению с контролем более чем в 2,5 раза и в группе 2 по сравнению с группой 1 более чем в 3 раза, тогда как при дальнейшем значительном повышении дозы прооксиданта – только на 18%.

Рис 3. Влияние парентерального введения нитрозоглутатиона в дозе 200 мкмоль на 1 кг массы тела на суммарное содержание окислов азота в сыворотке крови крыс контрольной группы и через 20, 40 и 60 мин после введения препарата.

 

Рис. 4. Влияние парентерального введения нитрозоглутатиона (в дозе 200 мкмоль/кг) на содержание МДА в сыворотке крови крыс контрольной группы и через 20, 40 и 60 мин после введения препарата.


   Известны наблюдения, свидетельствующие в пользу того, что низкие концентрации нитрозоглутатиона оказывают мощное цитопротекторное воздействие в ишемических ситуациях. В нормальных физиологических условиях низкомолекулярные нитрозотиолы, в частности нитрозоглутатион, в концентрациях 6–8 мкМ оказывают цитопротекторный эффект [14, 15]. В таких концентрациях наблюдается инактивация каспаз 1,3,8 путем нитрозилирования их существенных тиолов и соответственно торможение апоптоза, например в моторных нейронах [16–19]. Накопление нитрозоглутатиона в настоящее время рассматривается в качестве естественного способа депонирования NO в клетке, так как этот нитрозотиол стабильнее других возможных эндогенных нитрозотиолов, включая S-нитрозо-цистеинилглицин. Последний высвобождается из глутатиона наряду с остатком глутамата под влиянием энзима гамма-глутамилтранспептидазы. Это позволяет рассматривать гамма-глутамилтранспептидазу в качестве регулятора концентрации свободного NO в клетках [20].
   Важнейший восстановитель плазмы крови аскорбат не окисляется NO, однако аскорбат восстанавливает a-токофероксильные радикалы, а NO может окислять a-токоферол. Эти реакции лежат в основе прооксидантного действия NO в плазме крови [5]. СОД в условиях оксидативного стресса теряет каталитически важные ионы меди и цинка, что ведет к увеличению супероксиданиона и накоплению пероксинитрита [13].
   Токсические эффекты при повышении содержания монооксида азота следует ожидать при создании условий для протекания реакции:
   NO`+ О2` ® ONOО- + H® → ONOОH → ONO + •OH,
   где •OH является основным радикалом, вызывающим множественные необратимые изменения нативных молекул нуклеиновых кислот и белков. Кроме этого, пероксинитрит вызывает нитрование циклических аминокислот и нитрозилирование серосодержащих остатков цистеина в белках и пептидах. Сам по себе NO при образовании в больших количествах имеет точки приложения своего действия в митохондриях, вызывая подавление тканевого дыхания. В условиях нехватки субстратов цикла трикарбоновых кислот, например при резком ограничении поступления глюкозы в клетки, происходит инициация апоптотических процессов в клетке, а в модельных ситуациях при нехватке глюкозы в условиях избытка NO наблюдается некроз клеток.
   В спектр токсических воздействий пероксинитрита входит также непосредственное нитрозилирование гуанина и разрывы в цепи ДНК, что также ведет к апоптозу клеток [21]. Эти эффекты пероксинитрита усиливаются при ацидозе, так как в этих условиях образуется ONOOH, являющаяся источником гидроксильного радикала. При высоких концентрациях доноров NO наблюдается активация энзимов завершающей фазы апоптоза семейства ПАРП и АДФ-рибозилирования. Антиапоптотическое действие NO (в том числе подавление КАСПаз) сохраняется до тех пор, пока:
   1) конъюгация с супероксиданионом не приводит к образованию слишком больших количеств пероксинитрита, отражающихся на соотношении тиолдисульфидных равновесий и торможении дыхательной цепи в митохондриях;
   2) не происходит образование NO при снижении энергообеспечения клеток подходящими метаболитами глюкозы или других источников промежуточных метаболитов цикла трикарбоновых кислот и гексододифосфатного пути окисления углеводов;
   3) не нарастает ацидоз, в том числе метаболический;
   4) не исчерпывается возможность переводить высокореакционноспособные формы NO в нитрозотиолы.
   Следует также учитывать, что при достаточном поступлении в клетки пластического и энергетического материала NO оказывает разносторонние эффекты, направленные на улучшение условий протекания внутриклеточного метаболизма, включая связывание свободных радикалов кислорода, в первую очередь супероксиданиона. Антиапоптотическое действие NO сохраняется при низких его концентрациях и низких концентрациях других свободных радикалов. При очень высоких концентрациях нитрозотиолов, около 1мМ, независимо от действия других свободных радикалов кислорода наблюдается развитие нитрозилирующих реакций, т.е. нитрозилирующий стресс (образование нитрозоаминов, дезаминирование оснований ДНК и других дериватов). В условиях неэффективного энергетического метаболизма митохондрий, снижения оборота и пула никотинамидных коферментов, падения концентрации свободных тиоловых групп, снижение эффективности синтеза АТФ в митохондриях, повышение синтеза NO сопровождается усилением апоптотических влияний NO и его метаболитов на клетки.
   Пероксинитрит накапливается не только в результате реакции конъюгации между свободным NO и супероксиданионом. При разрушении СОД в условиях оксидативного стресса, сопровождающегося высвобождением ионов меди или при высвобождении этого иона из других белков, в клетках появляется возможность быстрого денитрозилирования S-нитрозоглутатиона. Баланс соотношения нитрозотиолы: пероксинитрит смещается в сторону пероксинитрита. Этот процесс, по-видимому, предопределяет переключение положительных для клетки модулирующих эффектов NO на активацию апоптоза. В связи с этим прежняя общая стратегия при терапии состояний, сопровождающихся активацией свободнорадикального метаболизма на резкое увеличение антиоксидантного потенциала организма, должна быть дополнена принципами лечебных подходов к отдельным звеньям свободнорадикального метаболизма. Таким образом, необходимо учитывать, что цитопротекторный эффект свободного радикала в виде оксида азота в определенной области его эндогенных концентраций сохраняется. Это можно осуществлять под контролем лабораторного анализа МДА, СОД, нитротирозина, гомоцистеина, окислов азота и нитрозотиолов.
   NO в виде нитрозотиолов является необходимым при протекании важнейших регуляторных и цитопротекторных процессов на уровне органелл клетки и всего организма. Остается малоизученной проблема управления внутриклеточными цитопротекторными функциями NO. Проводя фармакотерапевтическое воздействие методами, вмешивающимися в связывание и гашение свободных радикалов, необходимо учитывать, что при этом связываются такие физиологически важные парамагнитные молекулы, как монооксид азота. С другой стороны, излишнее назначение доноров NO также влечет за собой неблагоприятные последствия. Нарушение этого звена метаболизма в эндотелии и окружающих клетках формирует состояние оксидативного и нитрозилирующего стресса. Клетки субэндотелия (макрофаги, фибробласты, гладкомышечные и др.) и клетки крови также участвуют в развитии указанных выше нарушений метаболизма АФК, РАВ и нарушений регуляции кровообращения. Нарушение функций клеток, связанных с образованием, транспортом и использованием (метаболизмом) физиологически важного свободного радикала – NO, может являться непосредственной причиной развития тяжелых состояний, заключающихся в развитии атеротромботических осложнений.   
Литература
1. Ванин А.Ф. Динитрозильные комплексы железа и S-нитрозотиолы – две возможные формы стабилизации и транспорта оксида азота в биосистемах. Биохимия. 1998; 63 (7): 924–38.
2. Волин М.С., Дэвидсон К.А., Камински П.М. и др. Механизмы передачи сигнала оксидант – оксид азота в сосудистой ткани. Биохимия. 1998; 63 (7): 958–65.
3. Liu Z, Rudd MA, Freedman JE, Loscalzo J. S-Transnitrosation Reactions Are Involved in the Metabolic Fate and Biological Actions of Nitric Oxide. J pharmacol experiment ther 1998; 284 (2): 526–34.
4. Mallis RJ, Buss JE, Thomas JA. Oxidative modification of H-ras: S-thiolation and S-nitrosilation of reactive cysteines. Biochem J 2001; 355: 145–53.
5. Осипов А.Н. Изучение реакций активных форм кислорода (супероксидных и гидроксильных радикалов, перекиси водорода, гипохлорита) и окиси азота с биологически важными соединениями. Автореф. дис. ... д-ра биол. наук. М., 1999.
6. Стокле Ж.-К., Мюлле Б., Андрианцитохайна Р., Клещев А. Гиперпродукция оксида азота в патофизиологии кровеносных сосудов. Биохимия. 1998; 63 (7): 976–83.
7. Ross R. The pathogenesis of atherosclerosis: A perspective for the 1990s. Nature 1993; 362: 801.
8. Upchurh GR, Welch GN, Fabian AJ et al. Homocyst(e)ine decreases bioavailable nitric oxide by a mechanism involving glutathione peroxidase. J Biol Chem 1997; 272: 17012–7.
9. Jourd'heueil D et al. Dynamik state of S-nitrosothiols in human plasma and whole blood. Free Radic Biol Med 2000; 28: 409–17.
10. Жлоба А.А. Лабораторная диагностика нарушений свободнорадикального метаболизма. Методическое пособие. СПб.: Изд-во СПбГМУ им. И.П.Павлова, 2001.
11. Halliwell B, Chirico S. Lipid peroxidation: its mechanism, measurement, and significance. Am J Clin Nutr 1993; 57: 715S–725S.
12. Ohkawa H, Ohishi N, Yagi Kunio, Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid reaction. Anal Biochem 1979; 95: 351–8.
13. Wan-hua amy Yu, Spatial and Temporal Correlation of Nitric Oxide Synthase Expression with CuZn-Superoxide Dismutase Reduction in Motor Neurons following Axotomy. Ann NYAS 2002; 962: 111–21.
14. Kluge I, Gutteck-Amsler U, Zollinger M, Do KQ. S-nitrosoglutathione in rat cerebellum: identification and quantification by liquid chromatography-mass spectrometry. J Neurochem 1997; 69: 2599–607.
15. Rauhala P, Lin AM-Y, Chiueh CC. Neuroprotection by S-nitrosoglutathione of brain dopamine neurons from oxidative stress. FASEB J 1998; 12: 165–73.
16. Dimmeler S, Haendeler J, Nehls M et al. Suppression of Apoptosis by Nitric Oxide via Inhibition of Interleukin-1B-converting Enzyme (ICE)-like and Cysteine Protease Protein (CPP)-32-like Proteases. J Exp Med 1997; 185: 601–7.
17. Kim Y-M, Kim TH, Chung HT et al. Nitric oxide prevents tumor necrosis factor alpha-induced rat hepatocyte apoptosis by the interruption of mitochondrial apoptotic signaling through S-nitrosylation of caspase-8. Hepatology 2000; 32: 770–8.
18. Mannick JB, Hausladen A, Liu L et al. Fas-induced caspase denitrosylation. Science 1999; 284: 651–4.
19. RЪssig L, Fichtscherer B, Breitschopf K et al. Nitric Oxide Inhibits Caspase-3 by S-Nitrosation in Vivo 1999. J Biol Chem 1999; 274: 6823–6.
20. Hogg N, Singh RJ, Kalyanaraman B. The role of glutathione in the transport and catabolism of nitric oxide. 1996 FEBS. Lett 1996; 382: 223–8.
21. Маеда Х., Акаике Т. Оксид азота и кислородные радикалы при инфекции, воспалении и раке. Биохимия. 1998; 63 (7): 1007–19.



В начало
/media/gyper/05_01/5.shtml :: Wednesday, 18-May-2005 22:42:05 MSD
© Издательство Media Medica, 2000. Почта :: редакция, webmaster